cryomur
(image de Natacha Gillet)

Donc on résume, la cristallographie c’est top pour les protéines qui daignent cristalliser, la RMN c’est super si votre protéine chouchoute n’est pas trop grosse et que vous pouvez en produire une bonne plâtrée.

Ah ben oui, mais moi je travaille sur une protéine membranaire maousse, qui coûte un bras à fabriquer et qui ne supporte pas d’être extraite de sa membrane lipidique

Toi, tu sors.

Non, je plaisante, en vrai, Impossible n’est pas chercheur, et dès les années 70 les biochimistes ont commencé à explorer une troisième voie, celle de la microscopie électronique. Dans un microscope électronique, on éclaire l’échantillon avec des électrons, et non de la lumière, et c’est ce qui va permettre de voir des objets beaucoup plus petits que ceux que l’on observe dans un microscope ordinaire. Le léger souci avec cette méthode, c’est que le faisceau d’électrons a un peu tendance à beaucoup chauffer. Quand il s’agit d’observer un échantillon minéral ça va bien, mais les protéines, elles, se retrouvaient toutes cramées. Second inconvénient de la méthode, dans un microscope électronique les échantillons sont placés dans le vide. Or les protéines ne sont heureuses que lorsqu’elle sont plongées dans un solvant (le plus souvent de l’eau) ou insérées dans une membrane lipidique. Privées de leur environnement naturel elles sont dénaturées et l’image alors produite par le microscope n’aura plus rien à voir avec celle d’une protéine en état de marche.

Les solutions à ces deux problèmes se sont progressivement mises en places au cours des dernières décennies, en passant notamment par la vitrification des échantillons. Les protéines en solution vont être refroidies très rapidement dans de l’éthane liquide (à -160°C). Si rapidement qu’elles vont garder leur structure native, et les molécules d’eau qui les entourent restent désordonnées et n’auront pas le temps de former des cristaux de glace qui viendraient perturber l’observation dans le microscope. Qui plus est, ce passage à basse température permet à l’échantillon de résister plus longtemps à l’exposition au faisceau d’électrons. On fait donc d’une pierre deux coups et c’est ainsi que l’on est passé à la cryo-microscopie électronique (cryo-EM).

RMN
Force est de reconnaître que pour une protéine, le cryo-microscope c’est nettement moins amusant qu’un spectro RMN. (image par Anne-Marine Mauviel)

En 1991, la première structure protéique déterminée par cryo-EM était déposée dans la PDB. 25 ans plus tard, cette méthode n’est certes à l’origine que d’un peu plus d’1% des structures déposées, mais alors quelles structures ! C’est en effet à cette technique que l’on doit les plus belles images d’immenses assemblages protéiques, tels que l’enveloppe du virus HIV, qui contient plusieurs centaines de protéines assemblées entre elles et totalise plus de 300 000 résidus (soit un système 2 000 fois plus gros que la petite myoglobine des débuts). La cryo-EM a ouvert le temps des géants pour la biologie structurale et les travaux qui ont permis son développement se sont vu récompenser d’un prix Nobel de Chimie en 2017.

VIH.jpg
Cinquante ans séparent la structure de la petite myoglobine (1 chaîne, 150 résidus) de celle de l’enveloppe du VIH (1300 chaînes, 313 000 résidus)